Pôle 1 - Microscopie & Physicochimie

Animateur : Anouck HABRANT

Le Pôle Technique 1 s’appuie sur les compétences de physico-chimie, matériaux, microscopie et biochimie de l’Unité pour l’étude de la structure et de la déconstruction des lignocelluloses. L’analyse chimique et biochimique des fractions, résidus et polymères de paroi végétale est réalisée par chromatographies, spectroscopies (UV, IR, fluorescence), diffusion de la lumière ou sorption d’eau (DVS). Ces techniques permettent de caractériser les propriétés physico-chimiques des assemblages natifs (fibre, tissu) ou bioinspirés (film, gel). Les propriétés de surfaces aux interfaces fluide ou solide sont étudiées par tensiométries, ellipsométrie, résonance des plasmons de surface (SPR). 

Les matériaux biosourcés sont formulés par extrusion monovis, bivis, presse à injecter et caractérisés par analyses mécaniques et thermiques, banc de traction, analyseur automatique de morphologie. Les techniques de microscopies (confocale de fluorescence par les techniques de FRAP, FRET, FLIM) permettent l’étude de diffusion, d’interaction et d’accessibilité aux agents des échantillons végétaux, ainsi que l’analyse des polymères pariétaux par imunocytochimie et microspectrophotométrie après inclusion et coupe au microtome.

• Physico-chimie : élaboration d’assemblages nanostructurés de polymères lignocellulosiques par fonctionnalisation de surface, Langmuir-Blodgett, spin-coating, casting (statique/dynamique). Les films sont caractérisés par spectroscopies (UV, IR), ellipsométrie, analyse des propriétés des surfaces (tensiométrie, chromatographie gazeuse inverse, angle de contact), microscopies, mesure de teneur en eau par microbalance de sorption.
• Matériaux : le Pôle dispose de plusieurs outils permettant la formulation et la caractérisation de matériaux biosourcés, de la plante au composite : extrudeuses (monovis et bivis), presse à injecter, banc d’analyse thermique et thermomécanique (DMA, DSC, ATG), bancs de traction et microtraction, profilomètre.
• Les outils de microscopie comprennent les techniques d’inclusion, coupe fines et semi-fines, pour la préparation des échantillons végétaux et la microscopie optique. Utilisation des techniques par immunocytochimie et microspectrophotométrie UV pour l’étude des polymères pariétaux et des techniques de FRAP, FLIM par microscopie confocale pour l’étude de diffusion, interaction (FRET) et accessibilité.
• Biochimie : Préparation et caractérisation chimique des parois végétales et assemblages bio-inspirés modèles à l’aide des techniques de chromatographies phase gazeuse, liquide, d’exclusion stérique, spectroscopies UV et IR.

Pôle 2 - Biogéochimie et Biotechnologies 

Animateur : Gonzague ALAVOINE

Le Pôle « Biogéochimie et Biotechnologies » associe les compétences techniques de FARE relevant de plusieurs disciplines fondamentales pour l’étude du fonctionnement microbien et enzymatique en milieux complexes.

Biogéochimie

Les programmes de recherche développés au sein de cette discipline mettent en œuvre des expérimentations conduites au champ ou en conditions contrôlées de laboratoire pour étudier le devenir dans le sol des litières végétales et matières organiques, en lien avec leur composition chimique. Ils mobilisent des compétences en chimie, microbiologie, science du sol, physique. Cette activité a recours à une palette de moyens techniques permettant de i) suivre les dynamiques de l’azote, du carbone et les dynamiques microbiennes du sol, ii) quantifier et caractériser fonctionnellement les communautés microbiennes (C et N de la biomasse microbienne, diversité microbienne par analyse des acides gras des phospholipides des membranes cellulaires microbiennes - PLFA, activités microbiennes de respiration, minéralisation et activités enzymatiques), iii/ caractériser les propriétés hydriques du sol ii) et iv) mesurer les émissions de gaz à effet de serre tels que le CO₂ et le N₂O lors de la décomposition des litières végétales dans les sols ou à la surface des sols (paillis).

Méthodes d’analyses, mesures mises en œuvre et équipements :

- Techniques de mesure des flux bruts de minéralisation/organisation d’azote par traçage isotopique ¹⁵N (dilution /enrichissement isotopique)
- Traçage isotopique ¹³C par utilisation de biomasses végétales enrichies en ¹³C
- Carbone et azote de la biomasse microbienne par fumigation-extraction
- Fractionnement biochimique Van Soest des litières par analyse proximale
- Azote et carbone total, carbone soluble dans les sols et les litières végétales
- Analyses isotopiques ¹³C et ¹⁵N réalisées par le LADIS
- Activités enzymatiques (β-1.4 Glucosidase, β-Xylosidase, Phenoloxydase, Peroxydase, L-Leucine aminopeptidase,...)
- Ergostérol dans le sol et les litières
- Carbonates, nitrate, ammonium par spectrophotométrie en flux segmenté
- Flux de gaz (CO₂, N₂O) par spectroscopie infra-rouge
- Mesure d’humidité du sol (capteurs capacitifs EC)
- Courbe potentiel hydrique (pF) - humidité des sols (presses de Richards)
- Mesures météorologiques (température, humidité relative, précipitations, rayonnement solaire global, albédo)
- Simulateurs de pluie (intensité, durée) de laboratoire

Mesures des flux de CO2 et N2O	Chambres climatisées pour incubations
Ensemble IRMS	Placettes instrumentées au champ

Biotechnologie

La Chaire AFERE -Agroressources FERmentation Enzymes de l’UMR dispose de multiples compétences et des équipements pour la mise en œuvre de procédés de biotechnologies blanches pour fractionner et transformer la biomasse végétale.

Microbiologie-fermentation 

- Cultures de microorganismes aérobies et anaérobies ; bactéries et champignons (levures, moisissures et basidiomycètes) ; cultures isolées, co-cultures, consortia.
- Conduite de fermentation en milieu liquide (FML) et en milieu solide (FMS).
- Bioproduction d’enzymes et de métabolites secondaires microbiens (pigments, …). Extraction et quantification des produits de fermentation.
- Mesure de respiration des micro-organismes (FMS)
- Test de propriétés prébiotiques et tests anti-microbiens.

Equipements : hottes à flux laminaires et PSM, microscopes, incubateurs, bioréacteurs FML (de quelques mL jusqu’à 5L et 20L), colonnes FMS (50 à 300 g), bioréacteur FMS (1-20 kg), enceinte anaérobie (<0,1ppm O₂), HPLC.

Enceinte anaérobie	Poste de sécurité microbiologique
Colonnes FMS (50 à 300 g)	Bioréacteurs (1-20 kg)

Biologie moléculaire

- Clonage, expression hétérologue des bactéries et levures, mutagénèse dirigée, étude dynamique, activité et diversité des communautés microbiennes.
- Analyses génomiques, transcriptomiques, protéomiques et bioinformatiques

Equipements : thermocycleurs, qPCR, équipements pour électrophorèse

Thermocycleurs

qPCR

Biocatalyse

- Production et purification d’enzymes (cellulases, hémicellulases, pectinases, oxydo-réductases). 
- Caractérisation d’enzymes (activités enzymatiques, paramètres cinétiques, stabilité au pH et à la température).
- Immobilisation d’enzymes.
- Catalyse enzymatique avec enzymes pures ou en cocktails
- Réactions biocatalytiques d’hydrolyse, de transglycosylation, de (trans)estérification, d’oxydo-réduction.
- Fractionnement enzymatique de la biomasse végétale en sucres (monosaccharides, oligosaccharides), molécules phénoliques.
- Synthèse enzymatique de glycosides, d’alkyl glycosides, d’esters de sucres, d’esters phénoliques,
- Bio-électrocatalyse, design de bio-électrodes opérant avec des oxydoréductases impliquées dans le fractionnement de la biomasse lignocellulosique.
- Purification et quantification des produits réactionnels.

Equipements : réacteurs d’agitation-mélange de 50 mL à 2L, lecteurs de microplaques visible-UV-fluorescence, spectrophotomètres thermostatés, HPLC.

Réacteurs enzymatiques d'agitation-mélange	Chaîne HPLC